L’impatto dell’integrazione di vitamina D3 sul microbioma fecale e orale dei vitelli da latte all’interno o al pascolo

Rapporti scientifici volume 13, numero articolo: 9111 (2023) Citare questo articolo

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La vitamina D (VitD) sta emergendo come regolatore immunitario in aggiunta al suo ruolo consolidato nel metabolismo e nell’omeostasi minerale. Questo studio ha cercato di determinare se la VitD in vivo modulasse il microbioma orale e fecale nei vitelli da latte Holstein-Friesian. Il modello sperimentale era costituito da due gruppi di controllo (Ctl-In, Ctl-Out) alimentati con una dieta contenente 6000 UI/Kg di VitD3 nel sostituto del latte e 2000 UI/Kg nel mangime, e due gruppi di trattamento (VitD-In, Ctl-Out) VitD-Out) con 10.000 UI/Kg di VitD3 nel sostituto del latte e 4.000 UI/Kg nel mangime. Un gruppo di controllo e un gruppo di trattamento sono stati spostati all'aperto dopo lo svezzamento a circa 10 settimane di età. Campioni di saliva e feci sono stati raccolti dopo 7 mesi di integrazione e l'analisi del microbioma è stata eseguita utilizzando il sequenziamento dell'rRNA 16S. L’analisi di dissomiglianza di Bray-Curtis ha identificato che sia il sito di campionamento (orale vs. fecale) che l’alloggiamento (interno vs. esterno) avevano influenze significative sulla composizione del microbioma. I vitelli alloggiati all'aperto presentavano una maggiore diversità microbica nei campioni fecali basati sulle misure Observed, Chao1, Shannon, Simpson e Fisher rispetto ai vitelli alloggiati all'interno (P < 0,05). Nei campioni fecali è stata osservata un'interazione significativa tra stabulazione e trattamento per i generi Oscillospira, Ruminococcus, CF231 e Paludibacter. I generi Oscillospira e Dorea sono aumentati mentre Clostridium e Blautia sono diminuiti in seguito all'integrazione di VitD nei campioni fecali (P < 0,05). È stata rilevata un'interazione tra l'integrazione di VitD e l'alloggiamento nell'abbondanza dei generi Actinobacillus e Streptococcus nei campioni orali. L’integrazione con VitD ha aumentato i generi Oscillospira, Helcococcus e ridotto i generi Actinobacillus, Ruminococcus, Moraxella, Clostridium, Prevotella, Succinivibrio e Parvimonas. Questi dati preliminari suggeriscono che la supplementazione di VitD altera sia il microbioma orale che quello fecale. Verranno ora condotte ulteriori ricerche per stabilire il significato delle alterazioni microbiche per la salute e le prestazioni degli animali.

Le malattie infettive influiscono in modo significativo sulla sostenibilità economica dei sistemi lattiero-caseari e la mortalità annuale nella prima infanzia può rappresentare in media quasi il 10% dei vitelli, con tassi significativamente più elevati in alcune aziende agricole1. Inoltre, la malattia compromette la capacità dei vitelli aggiuntivi di raggiungere gli obiettivi di produzione e raggiungere il loro potenziale genetico. Batteri e virus respiratori ed enterici (virus respiratorio sinciziale, BVD, herpesvirus, E. coli, rotavirus, Salmonella) rappresentano la maggior parte delle malattie infettive che colpiscono i giovani vitelli da latte2,3. Un inizio di vita disadattivo può continuare a compromettere la produttività del bestiame e a contribuire alla suscettibilità alle malattie più avanti nella vita2. Pertanto, per rispondere in modo più adeguato alle esigenze di benessere dei vitelli da latte in particolare, e per ridurre la nostra dipendenza dagli antibiotici come trattamento per le infezioni batteriche, sono necessari sforzi continui per rafforzare in modo ottimale la resistenza naturale alle malattie e la salute dell’animale.

Durante i primi anni di vita, i vitelli fanno affidamento prevalentemente sul loro sistema immunitario innato per proteggersi dalle malattie, mentre il braccio adattativo del loro sistema immunitario si sviluppa gradualmente fino alla maturità, a circa 6 mesi dalla nascita4. Un contributo chiave al priming ottimale del sistema immunitario adattativo e allo sviluppo dell’omeostasi è la creazione del microbioma. Si ritiene che le colture iniziali per lo sviluppo microbico provengano dal colostro ingerito immediatamente dopo la nascita, sebbene ricerche più recenti suggeriscano che una certa esposizione possa verificarsi in utero5. Il neonato consuma una dieta esclusivamente a base di latte e si ritiene che la colonizzazione dell'intestino inizi nell'ileo e successivamente si stabilisca lungo tutto l'ampio tratto preruminante in via di sviluppo6,7. La composizione della microflora intestinale è stata stabilita nei vitelli giovani ed è stata segnalata una predominanza di Firmicutes. Tuttavia, nella successione microbica si verificano notevoli cambiamenti dinamici man mano che il rumine si sviluppa e si verificano meccanismi di regolazione omeostatica dei tessuti8.

0.05). Although the Ctl-Out group showed a tendency toward lower final weights at the end of the experiment, no significant differences in either initial weight or body weight gain was detected (P > 0.05; Supplementary Figure S1)./p> 70% on average) followed by Lachnospiraceae (15%) Clostridiaceae (3%), Peptostreptococcaceae (2%) and Rikenellaceae (1%) with the remainder of families being observed at less than 1% (Supplementary Table S1). At genus level Oscillospira (30% on average) was the dominant genera with Faecalibacterium (11%), Dorea (10%), Ruminococcus (6%), Prevotella (5%), CF231 (5%), Clostridium (3%) and Blautia (2%) being prominent (Supplementary Table S1)./p> 225 nucleotides and a read-quality score of > 27 were retained. The uclust function in Qiime was used to pick OTUs based on a sequence similarity of 97%. Singletons were removed, as only OTUs that were present at the level of at least two reads in more than one sample were retained while chimeric sequences were removed using ChimeraSlayer50,51. The GreenGenes database assigned OTUs to different taxonomic levels. A combination of the mormalized OTU table, experimental phenotypic data and the phylogenetic tree were combined to produce the phyloseq object for further analysis (http://www.r-project.org; version 3.5.0, accessed on 25 March). The dynamics of richness and diversity in the microbiota were computed with the observed, Chao1, Shannon, Simpson and Fisher indices. The Simpson and Shannon indices of diversity account for both richness and evenness parameters. The beta diversity measurements are a measure of separation of the phylogenetic structure of the OTU in one sample compared with all other samples. This was estimated by normalising the data so taxonomic feature counts were comparable across samples. Several distance metrics were considered, in order to calculate the distance matrix of the different multidimensional reduction methods. These included weighted/unweighted UniFrac distance and non-phylogenetic distance metrics (i.e., Bray–Curtis, Jensen–Shannon divergence and Euclidian) using phyloseq in R52,53. Differential abundance testing was performed on tables extracted from the phyloseq object at phylum, family and genus level. The data was analysed using the PROC Glimmix procedure within Statistical Analysis Software (SAS) 9.4 (SAS, 2013). The model assessed the main effects of treatment (Ctrl vs. VitD) and housing (Indoor vs. Outdoor) and their associated interaction with the individual calf being the experimental unit. 6 calves per treatment group were used for the statistical analysis of the relative bacterial abundances with the exception of VitD-In group in the oral samples which only contained four samples due to inadequate DNA in the swabs. Results are presented using Benjamini–Hochberg (BH) adjusted P values./p>